Prueba suministrada con hidrógeno en bacterias para determinar su capacidad para producir hidrógeno (con la figura)

¡Lee este artículo para aprender sobre la prueba de suministro de hidrógeno en bacterias para descubrir su capacidad para producir hidrógeno!

Principio:

Algunas bacterias tienen la capacidad de reducir el azufre al sulfuro de hidrógeno. Es un gas incoloro, que reacciona con el hierro (sales ferrosas) para producir precipitados negros de sulfuro ferroso.

También reacciona con acetato de plomo para producir precipitados negros de sulfuro de plomo. La prueba de sulfuro de hidrógeno (prueba de H, S) se puede realizar de dos maneras, según la fuente de azufre.

Son los siguientes:

(yo) Prueba de H2S usando una fuente inorgánica de azufre.

(ii) Prueba de H2S utilizando fuente orgánica de azufre.

(i) Prueba H ₂ S que usa una fuente inorgánica de azufre:

En esta prueba, las bacterias de prueba se cultivan en inclinaciones de agar de hierro con triple azúcar (inclinaciones de agar TSI), que contienen glucosa, sacarosa, lactosa, rojo de fenol, tiosulfato de sodio y sulfato ferroso. Si la bacteria utiliza el azufre inorgánico (tiosulfato de sodio) que se usa en el medio, se produce H2S, que se combina con el sulfato ferroso en el medio para formar precipitados negros de sulfuro ferroso, lo que resulta en un cambio en el color del extremo a negro. .

Además de utilizar azufre inorgánico, si la bacteria puede utilizar cualquiera de los tres azúcares (glucosa, sacarosa o lactosa), se produce ácido, lo que reduce el pH del medio. Como resultado, el color de la inclinación cambia de rojo a amarillo.

Materiales necesarios:

Tubos de ensayo, matraz cónico, tapones de algodón, aguja de inoculación, autoclave, mechero Bunsen, cámara de flujo laminar, recipiente de eliminación, incubadora, agar de triple azúcar y hierro (agar TSI) colonias aisladas o cultivos puros de bacterias.

Procedimiento:

1. Los ingredientes del medio de agar TSI (que contiene los 3 azúcares y el hierro como componentes principales) o su polvo ya preparado requerido para 100 ml del medio se pesan y se disuelven en 100 ml de agua destilada en un matraz cónico de 250 ml. temblando y girando (Figura 7.13).

2. Su pH se determina usando un papel de pH o un medidor de pH y se ajusta a 7.4 usando 0.1N HCI si es más o usando 0.1N NaOH si es menos.

3. El matraz se calienta para disolver el agar en el medio completamente.

4. Antes de que se solidifique, el medio en estado fundido caliente se distribuye en 5 tubos de ensayo (aproximadamente 20 ml cada uno).

5. Los tubos de ensayo están tapados con algodón, cubiertos con papel artesanal y atados con hilo o banda de goma.

6. Se esterilizan a 121 ° C (15 psi de presión) durante 15 minutos en un autoclave.

7. Después de la esterilización, se retiran del autoclave y se mantienen en una posición inclinada para enfriar y solidificar el medio, a fin de obtener inclinaciones de agar TSI.

8. Las bacterias de prueba se inoculan de forma aséptica, preferiblemente en una cámara de flujo laminar, en los tubos inclinados clavándolos en el extremo y rayándolos en la superficie de los tubos inclinados con la ayuda de una aguja esterilizada con flama. La aguja se esteriliza después de cada inoculación.

9. Los sesgos inoculados se incuban a 37 ° C durante 24 horas en una incubadora.

Observaciones:

1. El color del trasero cambia a negro: H ₂ S positivo.

2. El color de la culata no cambia a negro: H ₂ S negativo.

(ii) Prueba de H2S usando una fuente orgánica de azufre

En esta prueba, las bacterias de prueba se cultivan en caldo de cisteína, que contiene cisteína como fuente orgánica de azufre. Si la bacteria utiliza el azufre orgánico (cisteína) que se usa en el medio con la ayuda de su enzima 'cisteína desulfurasa', se produce H2S. Este H ₂ S se combina con el acetato de plomo empapado en un papel para formar precipitados de sulfuro de plomo que producen un cambio en el color de la tira de papel a negro.

Materiales necesarios:

Tubos de ensayo, matraz cónico, tapones de algodón, bucle de inoculación, autoclave, mechero Bunsen, cámara de flujo laminar, recipiente, incubadora, caldo de cisteína, tiras de papel de filtro Whatman, solución de acetato de plomo (saturada), colonias aisladas o cultivos puros de bacterias.

Procedimiento:

1. Los ingredientes del medio de caldo de cisteína (que contiene cisteína como componente principal) o su polvo ya preparado requerido para 100 ml del caldo se pesan y se disuelven en 100 ml de agua destilada en un matraz cónico de 250 ml agitando y agitando ( Figura 7.14).

2. Su pH se determina usando un papel de pH o un medidor de pH y se ajusta a 7.5 usando 0.1N HCI si es más o usando 0.1N NaOH si es menos. El matraz se calienta, si es necesario, para disolver los ingredientes por completo.

3. El caldo se distribuye en cinco tubos de ensayo (aproximadamente 10 ml cada uno), tapados con algodón, cubiertos con papel artesanal y atados con hilo o banda de goma.

4. Los tubos de caldo se esterilizan a 121 ° C (15 psi de presión) durante 15 minutos en un autoclave.

5. Los tubos de caldo se dejan enfriar a temperatura ambiente.

6. Las bacterias de prueba se inoculan asépticamente, preferiblemente en una cámara de flujo laminar, en el caldo con la ayuda de un bucle de inoculación esterilizado sobre una llama Bunsen. El bucle se esteriliza después de cada inoculación.

7. Una pequeña tira de papel empapado en una solución de acetato de plomo (saturada) se fija en la boca de cada tubo de ensayo de tal manera que una parte larga del mismo permanezca dentro del tubo de ensayo y una pequeña parte quede afuera.

8. Los tubos de caldo inoculados se incuban a 37 ° C durante 48 horas en una incubadora.