Banda cromosómica de peces: significado y estructura (con diagrama)

En este artículo discutiremos sobre el significado y la estructura de la banda cromosómica de los peces.

Significado de la banda cromosómica:

Una banda se define como la parte de un cromosoma, que se distingue claramente de su segmento adyacente al aparecer bandas o bandas claras (brillantes) y oscuras, que aparecen a lo largo de su longitud después de teñirse con tintes específicos.

Los cromosomas teñidos cuando se visualizan bajo el microscopio muestran una serie continua de bandas brillantes y oscuras (o fluorescentes versus no fluorescentes). Es importante destacar que cada cromosoma muestra un patrón de bandas único, análogo al "código de barras", que le permite diferenciarlo de manera confiable de otros cromosomas del mismo tamaño y posición centromérica (Fig. 36.1).

Las causas de muchas enfermedades en los seres humanos pueden identificarse ahora sobre la base de la genética molecular. El síndrome de Wolf Parkinson se debe a una mutación en 7q3, lo que significa que el defecto se debe al cromosoma 7 y al brazo q en la banda tres (Fig. 36.2).

Estructura de la banda de cromosomas:

Para entender lo que representan las bandas cromosómicas, es esencial conocer la estructura del cromosoma. Los cromosomas eucariotas están compuestos por cromatina, una combinación de ADN nuclear y proteínas. Hay dos variedades de cromatina, una se conoce como heterocromatina y la otra se llama eucromatina.

Se pueden distinguir citológicamente en segmentos, la heterocromatina, toma la mancha oscura mientras que otra es la eucromatina, que toma la tinción más clara. La heterocromatina se localiza en la periferia del núcleo (Fig. 36.3).

Se cree que la heterocromatina cumple varias funciones, desde la regulación de genes hasta la protección de la integridad del cromosoma. La heterocromatina constitutiva se produce alrededor del centrómero cromosómico y cerca de los telómeros.

Todas las células de una especie dada empaquetarán la misma región de ADN en la heterocromatina constitutiva, y en todas las células cualquier gen contenido dentro de la heterocromatina constitutiva se expresará pobremente.

La heterocromatina facultativa no será coherente dentro de las células de una especie y, por lo tanto, las secuencias en una célula que está empaquetada en heterocromatina facultativa (y los genes dentro de una expresión pobre) pueden estar empaquetadas en eucromatina en otra célula (y los genes que ya no están silenciados) . Por lo tanto, la formación de heterocromatina facultativa está regulada, y a menudo se asocia con morfogénesis o diferenciación.

Los dos tipos de proteínas son las histonas y las proteínas no-histonas. Las histonas son proteínas ricas en aminoácidos cargados positivamente, lisina y arginina. Por esta razón, se unen fuertemente a los fosfatos cargados negativamente en el ADN. Las proteínas no histónicas son en su mayoría factores de transcripción que regulan la parte del ADN que se transcribe en el ARN.

Las técnicas de anillamiento se dividen en dos grupos:

1. GQ y bandas R, estas bandas se distribuyen a lo largo de todo el cromosoma.

2. Bandas C (bandas centroméricas) y NOR (regiones organizadoras del núcleo). Se utilizan para teñir un número de restricción de bandas o estructuras específicas. Los métodos de banda C no permiten la identificación de cada cromosoma en el complemento de células somáticas, pero se pueden usar para identificar cromosomas específicos.

Bandas G:

Las bandas G se obtienen mediante tinción con Giemsa (por lo tanto, llamadas bandas G) después de digerir los cromosomas con tripsina o mediante solución salina acética. La tripsina demostró un patrón de bandas conspicuo en casi todos los cromosomas del complemento. En la banda G, la región oscura contiene heterocromatina, que se replica tarde y es rica en adenina y timina (AT).

Los centromeres en su mayor parte se tiñen débilmente. Es decir, fueron negativos para la banda G, lo que demuestra que estas regiones son sensibles a la acción proteolítica de la tripsina, mientras que la mayoría de los telómeros, que son heterocromáticos, mostraron una fuerte tinción y, por lo tanto, no fueron digeridos por la tripsina. El microcromosoma B no se pudo visualizar en las preparaciones de bandas G.

En peces, I. labrosus, la banda G fue prominente en casi todo el número diploide de 56 cromosomas como lo notaron de Carvalhoc y Dias (2005). Sin embargo, los centrómeros muestran bandas G negativas.

En un estudio de la familia Pimelodiade Swarca et al (2005) utilizaron bandas G en preparaciones cromosómicas de Steindachneridion scripta y Pseudoplatystoms corruscans y encontraron un patrón de diferenciación cromosómica longitudinal en las tres especies.

Cuando se usó la endonucleasa de restricción, Bam HI, mostró la presencia de un microcromosoma supernumerario (cromosoma B), con variación inter e intra-individual. de Carvalho y Dias (2005) informaron que los telómeros permanecieron intactos, mientras que algunos centrómeros fueron digeridos débilmente.

El cromosoma B tampoco fue digerido por esta enzima. El primer par de cromosomas mostró un patrón de bandas longitudinales, tanto con bandas G como con BamHI, esto fue más evidente con bandas G. Este patrón de bandas puede considerarse un marcador cromosómico para esta población de I. labrosus.

Estos autores también informaron la aparición de bandas C en la heterocromatina de las regiones teloméricas en la mayoría de los cromosomas de I. labrosus del reservorio de Capivara en las dos localidades, pocos cromosomas mostraron centrómeros positivos en las bandas C. Cuando está presente, el microcromosoma supernumerario o B parece totalmente heterocromático.

Las bandas G también se observaron en peces indios, como Channa punctatus, Colisa fascieatus, Mystus tengara, Puntius sophore y Labeo rohita. Lakra y Krishna (1994) reportaron cariotipos con bandas G en las principales carpas de la India. Sharma y Sharma (1998) también informaron sobre las bandas G en los cromosomas de una gran cantidad de peces de la India.

Con respecto al patrón de distribución de heterocromatina en otras poblaciones de I. labrosus, se ha demostrado que cada población tiene un patrón característico. Summer (1977) encontró una gran cantidad de heterocromatina en regiones intersticiales y terminales en la población de I. labrosus del reservorio de Jurumirim.

Por otro lado, Swarco et al. (2005) encontraron heterocromatina centromérica y telomérica en una población del río Mogi-Guacu (SP), y prácticamente Abe & Muramoto (1975) observaron que la heterocromatina se distribuye principalmente en regiones teloméricas desde Río Tibagi (TR). Sugirieron que estos cromosomas se utilizan como marcador para esta población.

Las bandas R son aproximadamente el reverso de las bandas G (la R significa "reversa"). La región oscura es eucromática y donde las regiones brillantes son heterocromatina. La banda R se obtiene por calor y uso de Giemsa o fluorescencia. Las bandas G-R de Florescence son los negativos fotográficos de las versiones de campo brillante, es decir, el reverso de las bandas G y R de campo claro.

Banda C:

La banda C se realiza mediante una purificación con ácido, la desnaturalización se realiza mediante una base y la extracción de ADN no heterocromático en soluciones de sal caliente como se indica en Coming (1978) y luego se tiñe con tinción de Giesma. Se tiñen las áreas de heterocromatina constitutiva, que está muy empaquetada y contiene ADN repetitivo.

Las regiones de bandas C se evidenciaron en las regiones teloméricas de la mayoría de los cromosomas del bagre, Iherigichthys labrosus, tomadas del embalse de Capivara. El patrón de bandas C en algunos cromosomas se obtuvo por Alul (endonucleasa), que identifica y escinde la secuencia específica de ADN AG / CT.

Swarca (2005) también obtuvo patrones de bandas similares a las bandas C con Alul en Pinirampus pirinampu y Pimelodus maculatus, al igual que Swarca (2005) en Steindochneridion sp y S. scripta. En peces indios, Rishi y Rishi (1992) obtuvieron bandas C en Labeo rohita, mientras que Sharma y Sharma (1998) grabaron bandas C en Mastacembelus pancalus, Ompak bimaculata, Channa gachua, Schziothorax richardsoni, etc.

Q Bandas:

En esta técnica, los cromosomas se tiñen con tinte de quinacrina fluorescente y los cromosomas muestran bandas Q fluorescentes intensas (quinacrina). Estas bandas son ricas en adenina y timina (AT). Cuando se exponen a la luz ultravioleta, muestran una intensa fluorescencia.

NOR Silver-Staining:

Este procedimiento ayuda a identificar genes para ARN ribosomal en un ciclo celular anterior. Las bandas NOR se llevan a cabo con la ayuda de la tinción de plata con fluorocromo cromomicina A3 (CMA), que distinguen los sitios cromosómicos del ARN ribosomal 18s. La región es rica en guanina y citosina (CG). Si se tiñe con mithraycin, aparentemente mancha el ADN. Se ha estudiado en unas 200 especies de peces.

En Cyprinus carpio se notó un par de NOR, mientras que Rishi (1972) informó sobre el NOR intersticial en Channa punctatus. Recientemente, Swarca (2005) observó constricciones secundarias en el brazo corto del primer par de acrocéntricos, que se asocian con la región organizadora molecular en Zungaro zungaro (Pisces, Pimelodidae).

Restricción de bandas de endonucleasas y fluorescencia in situ La hibridación es una técnica citogenética molecular que se adopta ampliamente en el estudio de los cromosomas de peces.