Prueba de oxidación-fermentación en bacterias para descubrir su capacidad para utilizar glucosa (con la figura)

Prueba de oxidación-fermentación en bacterias para descubrir su capacidad para utilizar glucosa aeróbicamente (oxidativamente) o anaeróbicamente (fermentativamente).

Principio:

Algunas bacterias tienen la capacidad de utilizar la glucosa. Algunos de ellos lo utilizan solo en presencia de oxígeno (oxigenado o aeróbicamente), mientras que otros, además de utilizar aeróbicamente, también pueden utilizarlo en ausencia de oxígeno (por fermentación o anaeróbicamente).

Por lo tanto, una bacteria capaz de fermentar la glucosa debe poder oxidarla, pero una bacteria capaz de oxidar la glucosa puede no fermentarla. Si se utiliza la glucosa de alguna manera, se produce ácido, lo que reduce el pH cambiando el color del bromocresol púrpura de púrpura a amarillo.

En la prueba de oxidación-fermentación (prueba O / F), las bacterias de prueba se cultivan aeróbicamente y anaeróbicamente por separado, en tubos de agar semisólidos que contienen glucosa y bromocresol púrpura. Si las bacterias tienen la capacidad de utilizar la glucosa, el color del medio cambia de púrpura a amarillo. Si utiliza glucosa aeróbicamente, es oxidativa y si utiliza glucosa anaeróbicamente, es fermentativa.

Materiales necesarios:

Tubos de ensayo, matraz cónico, tapones de algodón, bucle de inoculación, autoclave, mechero Bunsen, cámara de flujo laminar, recipiente, incubadora, caldo de glucosa Hugh-Leif-son, parafina líquida, colonias aisladas o cultivos puros de bacterias.

Procedimiento:

1. Los ingredientes del medio de caldo de glucosa Hugh-Leifson (HLGB) (que contiene glucosa y bromocresol púrpura como componentes principales) o su polvo ya preparado requerido para 100 ml del caldo se pesan y se disuelven en 100 ml de agua destilada en una Matraz cónico de 250 ml agitando y agitando (Figura 7.9).

2. Su pH se determina usando un papel de pH o un medidor de pH y se ajusta a 7.4 usando 0.1N HCI si es más o usando 0.1N NaOH si es menos.

3. Después de ajustar el pH, se agrega agar. Aquí se usa menos agar para obtener un medio semisólido, a fin de facilitar la punción.

4. El matraz se calienta para disolver el agar en el medio completamente.

5. Antes de que se solidifique, el medio en estado fundido caliente se distribuye en dos conjuntos de tubos de ensayo (aproximadamente 5 ml cada uno); Cada conjunto tiene cinco tubos de ensayo.

6. Los tubos de ensayo están tapados con algodón, cubiertos con papel artesanal y atados con hilo o banda de goma.

7. Los tubos de caldo se esterilizan a 121 ° C (15 psi de presión) durante 15 minutos en un autoclave.

8. Los tubos de caldo se dejan enfriar a temperatura ambiente.

9. La parafina líquida se esteriliza calentando a 180 ° C durante 3 horas en un horno de aire caliente.

10. La bacteria de prueba se inocula de forma aséptica, preferiblemente en una cámara de flujo laminar, en todos los tubos de caldo semisólido esterilizados mediante el apuñalamiento con la ayuda de un bucle de inoculación esterilizado por llama. El bucle se esteriliza después de cada inoculación.

11. La parafina líquida esterilizada se vierte suavemente de forma aséptica en un conjunto de tubos inoculados, (aproximadamente 1 cm de altura en el medio) para proporcionar una condición anaeróbica.

12. Todos los tubos de caldo inoculados se incuban a 37 ° C durante 24 horas en una incubadora.